共聚焦多光子显微镜数据处理

因斯蔻浦(上海)生物科技有限公司双光子显微镜的基本原理是：在高光子密度的情况下，荧光分子可以同时吸收2个长波长的光子，在经过一个很短的所谓激发态寿命的时间后，发射出一个波长较短的光子；其效果和使用一个波长为长波长一半的光子去激发荧光分子是相同的。双光子激发需要很高的光子密度，为了不损伤细胞，双光子显微镜使用高能量锁模脉冲激光器。这种激光器发出的激光具有很高的峰值能量和很低的平均能量，其脉冲宽度只有100飞秒，而其周期可以达到80至100兆赫兹。在使用高数值孔径的物镜将脉冲激光的光子聚焦时，物镜的焦点处的光子密度是比较高的，双光子激发只发生在物镜的焦点上，所以双光子显微镜不需要共聚焦***，提高了荧光检测效率。多光子显微镜能提供多种对比度机制。共聚焦多光子显微镜数据处理

多光子显微镜成像深度深、对比度高，在生物成像中具有重要意义，但通常需要较高的功率。结合时间传播的超短脉冲可以实现超快的扫描速度和较深的成像深度，但近红外波段的光本身会导致分辨率较低。基于多光子上转换材料和时间编码结构光显微镜的高速超分辨成像系统(MUTE-SIM)是由清华大学教授和北京大学彭研究员合作开发的。可实现50MHz的超高扫描速度，突破衍射极限，实现超分辨率成像。与普通荧光显微镜相比，该显微镜经过改进，只需要较低的激发功率。这种超快、低功耗、多光子超分辨率技术在高分辨率生物深层组织成像中具有长远的应用前景。在体多光子显微镜三维分辨率多光子显微镜是一种高分辨率的显微镜技术，利用多光子激发荧光的原理来观察生物样品的细胞结构和功能。

多束扫描技术可以同时对神经元组织的不同位置进行成像对两个远距离（相距大于1-2mm）的成像部位，通常使用两条单独的路径进行成像；对于相邻区域，通常使用单个物镜的多光束进行成像。多光束扫描技术必须特别注意激发光束之间的串扰问题，这个问题可以通过事后光源分离方法或时空复用方法来解决。事后光源分离方法指的是用算法来分离光束消除串扰；时空复用方法指的是同时使用多个激发光束，每个光束的脉冲在时间上延迟，这样就可以暂时分离被不同光束激发的单个荧光信号。引入越多路光束就可以对越多的神经元进行成像，但是多路光束会导致荧光衰减时间的重叠增加，从而限制了区分信号源的能力；并且多路复用对电子设备的工作速率有很高的要求；大量的光束也需要更高的激光功率来维持近似单光束的信噪比，这会容易导致组织损伤。

细胞在受到外界刺激时，随着刺激时间的增长，即使刺激继续存在，Ca2+荧光信号不但不会继续增强，反而会减弱，直至恢复到未加刺激物时的水平。对于细胞受精过程中Ca2+荧光信号的变化情况，研究发现，配了在粘着过程中，Ca2+荧光信号未发生任何变化，而配子之间发生融合作用时，Ca2+荧光信号强度却会出现一个不稳定的峰值，并可持续几分钟。这些现象，对研究受精发育的早期信号及Ca2+在卵细胞和受精卵的发育过程中的作用具有重要的意义。在其它一些生理过程如细胞分裂、胞吐作用等，Ca2+荧光信号强度也会发生很的变化。多光子显微镜中，极短的激光脉冲聚焦在样品上的紧密点上，激发荧光团产生图像。

在多光子显微镜（也称为非线性或双光子显微镜）中，以两倍正常激发波长照射样品。更长的波长是有利的，因为它们可以更深地穿透样品进行3D成像，并且因为它们不会损坏样品，从而延长样品寿命。为了实现多光子激发，照明光束在空间上聚焦（使用光学器件），同时使用高能短脉冲激发光束以提高两个（或更多）光子同时到达同一位置（即荧光团分子）的概率。多光子显微技术的例子包括二次谐波产生(SHG)、三次谐波产生(THG)、相干反斯托克斯拉曼光谱(CARS)和受激发射耗尽(STED)显微技术。由于这些技术中的每一种都使用脉冲激光器，因此选择能够比较大限度地减少脉冲色散的光学组件很重要，并且激光反射二向色镜应具有低GDD特性。多光子显微镜是一种强大的显微镜技术，具有广泛的应用前景和发展潜力。灵长类多光子显微镜长时间观察

多光子显微镜是衡量一个国家制造业和高科技发展水平的重要标准之一。共聚焦多光子显微镜数据处理

双光子显微镜工作原理是将超快的红外激光脉冲传输到样品中，在样品中与组织或荧光标记相互作用，这些组织或荧光标记发出用于创建图像的信号。双光子显微镜被多用于生物学研究，因为它能够产生高分辨率的3-D图像，深度达1毫米。然而，这些优点带来了有限的成像速度，因为微光条件需要逐点图像采集和重建的点检测器。为了加快成像速度，科学家之前开发了一种多焦点激光照明方法，该方法使用数字微镜设备(DMD)，这是一种通常用于投影仪的低成本光扫描仪。此前人们认为这些DMD不能与超快激光一起工作。然而现在解决了这个问题，这使得DMD在超快激光应用中得以应用，这些应用包括光束整形、脉冲整形、快速扫描和双光子成像。DMD在样品内随机选择的位置上产生5到30点聚焦激光。共聚焦多光子显微镜数据处理